Geneetiliselt muundatud taimede ökoloogilised riskid Eve Veromann PhD, EMÜ PKI Geneetiliselt muundatud (transgeensete, muund-) taimede kasvatamine on kogu maailmas hoogustunud ja kasvupindala lineaarselt suurenenud (joonis 1; ISAAA, 2006). Järelikult puutub loodus kokku üha uute kõrgtehnoloogiliste kultuuridega ja nii kerkib õigustatud küsimus nende kultuuride mõjust keskkonnale. Peamised põllumajanduses kasvatatavad muundkultuurid on soja, raps, puuvill ja mais ning enamasti on tegu kas herbitsiide taluvate (HT) või putukatele mürgiste, mullabakteri Bacillus thuringiensis aktiivseid toksiine sisaldavate taimedega (Bt-taimed). mln 120 ha 100 80 60 40 20 0 1996 1997 1998 1999 2000 20012002 2003 2004 2005 2006 2007 Joonis. 1. Geneetiliselt muundatud kultuuride kasvupindala (miljonit hektarit) maailmas 1996 2007 (ISAAA, Clive James 2007). Innovaatika ja teaduse areng on progressiivsed ja positiivsed nähtused, mille juurde paraku alati kuuluvad ka teatud ohud. Just riskide kaalutletud hindamisest ja ettevaatusprintsiibi järgimisest sõltub, kas transgeensed organismid kujunevad keskkonnale ohtlikkuks või mitte. Keskkonnaohutuse seisukohast tuleb hinnata GMtaimede mõju kasulikele ja neutraalsetele lülijalgsetele levimist loodusesse ja püsimist seal mõju bioloogilisele mitmekesisusele ristumise võimalikkust sugulasliikidega, geenisiiret mikroorganismidele. Mõju kasulikele ja neutraalsetele lülijalgsetele Nii põllumajanduses kasutatavad kahjuritõrje preparaadid (orgaanilised ja sünteetilised insektitsiidid, bioloogilise tõrje tegurid jt) kui ka Bt-taimed (peamiselt 1
mais ja puuvill) võivad ohustada kasulikke ja neutraalseid lülijalgseid. Nende hulka kuulub rohkesti mitmesuguseid ökoloogilisi ülesandeid täitvaid lülijalgseid, kes osalevad näiteks bioloogilise tõrje, tolmeldamise ja lagundamise protsessides. Need n-ö sihtrühma mitte kuuluvad lülijalgsed võivad Bt-toksiinidega kokku puutuda mitmel viisil: A. Bt-taimedest toitudes; B. Bt-taimest toitunud herbivoorist toitudes; C. keskkonna kaudu (nt toksiinid jäävad mulda püsima, surnud taimeosad või surnud putukad säilitavad oma toksilisuse mullas). A. Ehkki paljude putuktoiduliste lülijalgsete ja parasitoidide menüüsse kuulub ka õietolm, mesineste ja nektar, ei ole Bt-taimed neile kuigi ohtlikud, sest nektar ja mesineste üldiselt toksiine ei sisalda (Groot & Dicke 2002). Samas on toksiine transgeensete taimede õietolmus (Groot & Dicke 2002), mis on toiduks paljudele tolmeldajatena tähtsatele kiletiivalistele. Meemesilased ja kimalased toidavad oma vastseid õietolmuga ja seega võivad toksiinid mõjutada nende järglasi. Peale selle toimivad mesilased vektorina, siirates transgeenset õietolmu muundamata taimedele (Ramsay et al. 1999). Muundgeenide levimisel loodusesse mängivadki peamist rolli putuktolmlemine ja õietolmu liikumine, vähem aga seemnete liikumine (Fenster 1991; Ennos 1994; Pasquet et al. 2008). Losey (1999) rõhutab, et Btmaisi õietolm võib olla ohtlik kaitsealustele liblikaliikidele, sest tuultolmlejana levitab mais õietolmu ka ümbruskonnas asuvatele taimedele, millel toituvad liblikad. Nii on näiteks ohus looduskaitse all olevad monarhliblikad ja pääsusabad (Hellmich et al. 2001; Zangerl et al. 2001). Monarhliblikate peamiseks elupaigaks on põllumajandusmaastikud, kus nende asustustihedus on märksa suurem kui metsikus looduses (Oberhauser et al. 2001), ja seetõttu võivad nad kergesti kokku puutuda Bt-maisi toksiinidega. Veelgi suuremas ohus on need kasulikud lülijalgsed, kes toituvad ka taimede rohelistest osadest ja saavad otseselt Bt-taimede toksiinidest mürgituse. Lisaks sellele on paljud kahjutud Bt-taimedel toitunud putukad, kellele toksiin ei mõju, mürkaineid edastavaks lüliks kõrgemal troofilisel tasemel olevatele organismidele röövtoidulistele lülijalgsetele ja parasitoididele (Groot & Dicke 2002). B. Karnivooridest lülijalgsed võivad Bt-toksiinidega kokku puutuda Bt-taimedel toitunud herbivoore süües. Kahjurputukatel (sihtrühma putukad) seotakse toksiinid kesksoole epiteeli retseptoritega ja struktureeritakse ümber (De Maagd et al. 2001; Gazit et al. 1998; Masson et al. 1999), mistõttu nad tõenäoliselt kaotavad oma toksilisuse looduslikele vaenlastele (Shelton et al. 2002; O Callaghan et al. 2005). Kuid kõrvaliste (sihtrühma mitte kuuluvate) herbivooride kesksooles toksiinide sidumist ei toimu või ei põhjusta toksiinid kesksoole mulgustumist ja putukates sisalduvad toksiinid võivad jääda aktiivseks. Seetõttu võivad Bt-taimedel toitunud ja toksiinidele mittetundlikud liigid mürgitada kasulikke röövtoidulisi lülijalgseid (Groot & Dicke 2002; Harwood et al. 2005; Zwahlen & Andow 2005). Seniste andmete põhjal on kõige enam toksiine sisaldavateks herbivoorideks võrgendilestad 2
(Tetranychidae), kelle seedetraktis säilivad toksiinid muutumatul kujul (Obrist et al. 2006a,b). Seega on need lestalised tõenäoliselt toksiine edastavaks lüliks karnivooridele. Veelgi enam: saakloomad, kes on seedinud transgeenseid produkte, võivad peale selle, et nad edastavad röövtoidulistele lülijalgsetele muutumatul kujul muundgeene, muuta oma seedetraktis toksiine metaboliseerides ka nende biokeemilist aktiivsust ja seega nende kahjulikkust röövtoidulistele lülijalgsetele (Andow & Hilbeck 2004). Schmidt jt. (2008) on veenvalt tõestanud, et liblikalistele ja taimtoidulistele mardikalistele toksiliseks muudetud Bt-taimed (Cry1Ab proteiiniga) on mürgised ka röövtoidulise kakstäpp-lepatriinu Adalia bipunctata (L.) vastsetele. Kuigi kirjanduses on viiteid, et Bt-toksiinid ei akumuleeru toiduahelas (Harwood et al. 2005), on Obrist jt. (2006a) leidnud, et Bt-maisil toitunud võrgendilestad (Tetranychidae) sisaldavad kohati kolm korda rohkem toksiine kui maisilehed, millel nad toitusid. Zhang jt. (2006) on näidanud, et lepatriinudes on Bt-toksiinide kontsentratsioon tunduvalt kõrgem kui lehetäides, millest nad toitusid. Seega võivad lepatriinude vastsed muundtaimedel lehetäidest toitudes kokku puutuda surmavas kontsentratsioonis Bt-toksiinidega (Schmidt et al. 2008). C. Paljud uuringud on tõestanud, et transgeensetest taimedest vabanenud Bttoksiinid seotakse mullas (Crecchio & Stotzky 1997; Koskella & Stotzky 1997; Palm et al. 1996; Saxena et al. 1999; Sims & Holden 1996; Tapp & Stotzky 1995a,b, 1998; Tapp et al. 1994; West et al. 1984; Groot & Dicke 2002) ja võivad seal säilida üle 234 päeva (Palm et al. 1996; Tapp & Stotzky 1998; Saxena & Stotzky 2000). Mulda võivad nad sattuda nii surnud taimede ja putukate lagunemise tõttu kui ka juureeritistega (Saxena et al. 1999; Saxena & Stotzky 2000). Koos taimede lagunemisega akumuleeruvad toksiinid aja jooksul mullas ja seega suureneb ka nende mullaorganismidesse sattumise tõenäosus. Toksiinide akumuleerumise määr sõltub mulla füüsikaliskeemilistest omadustest. Ka mullas seotuna säilitavad toksiinid oma mürgisuse, seda isegi pärast külmumist, ja võivad teistesse organismidesse edasi kanduda näiteks vihmausside kaudu (Saxena & Stotzky 2000). Toksiinide säilimine mullas võib kiirendada mürgi suhtes resistentsete kahjurputukate valikuprotsessi ning kujutada endast ohtu ka neutraalsetele ja kasulikele organismidele. Levimine loodusesse, püsimine seal ja ristumine sugulasliikidega Kuna GM-kultuuride kasvatamine laieneb pidevalt, suureneb ka muundgeenide põgenemise tõenäosus transgeensete hübriidide moodustumise teel looduslike ja/või umbrohtsete sugulasliikidega. Nii teadlaste ja põllumeeste ringkondades kui ka avalikkuses on suurimaks tüliõunaks jäänud küsimus, kas potentsiaalne hind, mida GM-kultuuride massilise kasvatamise eest maksta tuleb, kaalub üles nende eelised. Isegi veendunud muundkultuuride pooldajad tõdevad, et geneetiliselt modifitseeritud geenide põgenemise võimalused loodusesse peaksid olema minimeeritud. Üheks võimalikuks negatiivseks tagajärjeks, mis tahtmatult levinud ja tekkinud muundorganismidega seostub, on hübridiseerunud umbrohtude suurenenud 3
kohastumus ja invasiivsus. Ehkki kultuurtaimed ja nende looduslikud (umbrohtudest) sugulased on geene vahetanud juba sajandeid, viivad geenitehnoloogia abil loodud geenid ökosüsteemi täiesti uue kvaliteediga kohastumuslikke tunnuseid ja selle tagajärjed nii tarbijale kui keskkonnale on teadmata (Gillet et al. 1986). Sellised uudsed geenid võivad pärineda väga erinevatest allikatest, näiteks süstemaatiliselt väga kaugetest taimeliikidest, bakteritest, viirustest ja loomadest, olla kunstlikult sünteesitud jne. Looduslikult selline geenivahetus toimuda ei saa ja sordiaretusega pole võimalik selliseid kultuure luua. Looduslikule kooslusele ja selle bioloogilisele mitmekesisusele võib muundtaimede ja -geenide loodusesse levimine ohtlik olla nii otseselt kui ka nende hübridiseerumise tõttu sugulasliikidega. Kuna enamasti on kõige tavalisematel muundkultuuridel nende kasvatuspiirkonnas ka looduslikke sugulasi (Ellstrand at al. 1999), on geenisiirde tõenäosus suur, kuid varieerub vastavalt geograafilisele piirkonnale. Mitmeaastane elutsükkel, risttolmlemine, tuul- ja putuktolmlemine kõik need on tegurid, mis suurendavad geenisiirde tõenäosust taimedel (Mallory- Smith & Zapiola 2008). Kõrgtehnoloogilise kultuuri geenisiirde tulemuseks (toimugu see siis õietolmu, seemnete või vegetatiivsete paljunemisorganite abil) on muundgeeni tahtmatu esinemine mittetransgeensetes taimedes. Geenisiirde tõenäosus muundkultuurilt tema looduslikele sugulastele suureneb koos GM-kultuuride kasvatamise laienemisega (Ellstrand et al. 1999; Ellstrand 2003; Jenczewski et al. 2003; Stewart et al. 2003; Pilson & Prendeville 2004; Marvier & Van Acker 2005; Reichman et al. 2006). Paljud GM-tunnused on looduslikes populatsioonides tõenäoliselt edukad ja võivad muuta lähtetaime looduslike sugulastaimede arvukust ja levikut (Pilson & Prendeville 2004). Näiteks võimaldab umbrohtude herbitsiidiresistentsus neil asustada transgeensete kultuuridega põlde, haigus- või kahjurikindlus aga kaitsta end looduslike vaenlaste eest ja tungida nii põllumajanduskui looduslikesse kooslustesse (Keane & Crowley 2002; Pilson & Prendeville 2004). Herbitsiidi- (glüfosaadi-) resistentse rapsi ristumine looduslike ristõielistega, muundrapsi edukas looduses püsimine ja geenisiire muundamata rapsile on leidnud kinnitust näiteks Kanadas, kus kasvatatakse intensiivselt GM-rapsi (Warwick et al. 2003, 2004, 2008; Mallory-Smith & Zapiola 2008). Vaatamata sellele, et raps ei suuda tavaliselt kasvada harimata põldudel, võib teda Kanadas leida põldude äärealadelt, teeservadest ja põllumajandusmaadega külgnevatelt aladelt. Alates 2005. aastast võib glüfosaadiresistentset rapsi leida ka raudtee- ja maanteeservadest (Mallory-Smith & Zapiola 2008). GM-raps võib põllul muutuda oluliseks umbrohuks järgmisele kultuurile (Thomas et al. 1998; Kaminski 2001; Mallory-Smith & Zapiola 2008). Rapsi unikaalsus seisneb selles, et kogu morfoloogiliselt väga mitmekesine Brassica kultuuride rühm on aretatud ühest liigist ja seetõttu ka äärmiselt interfertiilne. Lisaks sellele on raps väga atraktiivne mesilastele, kimalastele, sirelastele, vaablastele jpt putukatele, kes lendavad rapsipõllule ka kauge maa tagant ning võivad kanda GM-õietolmu muundamata kultuuridele ja rapsitaimede sugulasliikidele. Kuna kimalased on looduslikel maastikel väga efektiivsed tolmeldajad ja nende tavaline korjeraadius ületab 3 km, siis on nad üheks tähtsaimaks vektoriks muundõietolmu siirdamisel metsikutele ristõielistele või tavarapsile (Osborne et al. 1999; Westphal et al. 2003). Ka meemesilasi meelitab raps korjele kuni 5 km kauguselt (Ramsay et al. 1999). Seda, et muundrapsi geenisiiret on 4
võimatu ära hoida, tõendavad USAs ja Kanadas võetud seemneproovid: 25st sertifitseeritud muundamata rapsi seemneproovist 24s oli määratav tase muundrapsi (Mallory-Smith & Zapiola 2008) ja saastatuse tase ulatus eri proovidel alates 0,05%- st rohkem kui 2%-ni (Friesen et al. 2003; Mellon & Rissler 2004). Oma kõige hilisemas uurimuses näitab Warwick (2008), et 2000.-2001. aastal tekkinud muundhübriidid on seal edukalt püsinud kogu 3 5-aastase vaatluse vältel. Kõnekas on fakt, et need transgeenid püsisid umbrohtse B. rapa populatsioonis vaatamata sellele, et puudus vastava herbitsiidi selektiivne toime. Kanada põllumajandusmaastikel on geenisiirde tulemusel tavaliseks saanud herbitsiididele multiresistentsed (resistentsed nii glüfosaatidele kui glüfosinaatidele) Brassica hübriidid, mis annavad ka elujõulisi järglasi (Hall et al. 2000; Beckie et al. 2003; Simard et al. 2005; Warwick et al. 2008). Lisaks rapsile on Põhja-Ameerika mittepõllumajandusmaastikel kiiresti loodusesse levinud glüfosaadiresistentne valge kastehein (Agrostis stolonifera) (Watrud et al. 2004; Reichman et al. 2006; Zapiola et al. 2008), mida kasvatatakse näiteks golfiväljakute muruna. Kuigi valge kastehein on kosmopoliitse levikuga, muutliku fenotüübiga ja evolutsiooniliselt hästi kohastunud liik, on ta harva invasiivne looduslikes ja poollooduslikes kooslustes (MacBryde 2006). Vaatamata sellele on tal rida omadusi, mis suurendavad geenisiirde tõenäosust naabruses asuvatesse sümpatrilistesse populatsioonidesse, samuti hübridiseerumist, populatsiooni asustamist ja ka seal püsimist. Esiteks on ta risttolmlev tuultolmleja mitmeaastane rohttaim, mis paljuneb nii suguliselt seemnete abil kui vegetatiivselt stoolonitega (maa-aluste võrsetega) Teiseks on kasteheina seemned imetillukesed ja seetõttu kergesti levivad. Kasteheina seemned on võimelised idanema kohe pärast valmimist, aga ka säilima seemnepankades ja idanema nelja aasta pärast. Ja kolmandaks on valge kastehein allotetraploidne, ning üldiselt seostatakse polüploidsust võimega toota suurema tõenäosusega paljunemisvõimelisi liikidevahelisi hübriide (Warnke 2003; Zapiola et al. 2008). Reichman jt. (2006) ning Zapiola jt. (2008) on tõestanud, et ka lühiaegne GM-kasteheina kasvatamine viib muundgeenide eduka levimiseni paljudesse neile sobivatesse looduslikesse elupaikadesse, kus nad püsivad elujõulisena. Zapiola jt. (2008) leidsid muundkasteheina ka 6 km kauguselt GM-kasteheina originaalpõllust; samas on võimatu ennustada, kui kaugele võiksid transgeensed taimed levida. Hea levikuvõime võib viia muundkasteheina hübridiseerumiseni teiste Agrostis e liikidega (Wipff & Frisker 2001; Wartrud et al. 2004). Glüfosaadiresistentne valge kastehein on esimene geneetiliselt muundatud murutaim, mille kasvatamisel on USAs piirangud kaotatud, ja vaatamata rangetele ennetusmeetoditele on muundgeenid originaalpõllult põgenenud, laiali levinud ja püsinud ka kolm aastat pärast originaalpõllu kaotamist. Keskkonnas, kus sobivad liigid on sümpatrilised (liigid ei ole ruumiliselt (geograafiliselt) isoleeritud), hõlbustub nii metsikutelt hübriididelt kui metsistunud GM-kasteheina taimedelt muundgeenide triiv muundgeenivabadesse populatsioonidesse. Glüfosaadiresistentne harilik lutsern (Medicago sativa L.) oli esimene mitmeaastane muundkultuur, mille kasvatamine vabastati USAs piirangutest (juunis 2005). Otsus oli ilmselgelt enneaegne, sest juba kahe aasta pärast, 2007. aastal, sai ta esimeseks GM-kultuuriks, millele taaskehtestati piirangud (Mallory-Smith & Zapiola 5
2008). Harilik lutsern on maailma üks tähtsamaid söödakultuure, näiteks USAs on ta majanduslikult tähtsuselt maisi ja sojaoa järel kolmandal kohal (Mallory-Smith & Zapiola 2008). Lutserniseemne tootmiseks on hädavajalik putuktolmlemine ja seetõttu tuleb seemnete geneetilise puhtuse tagamiseks kontrollida õietolmu liikumist seemnepõldude vahel, et teada saada, kas toodetud lutsern on geneetiliselt muundatud või mitte. Geneetilise puhtuse tagamise üheks võimaluseks on muundkultuuriga põllu füüsiline isoleerimine tavapõldudest. Isolatsiooni tagamiseks on kehtestatud vastavad normid; näiteks peab USAs kuni 2 ha suuruste põldude vahe olema vähemalt 274 m. Geenitriivi ärahoidmiseks muundkultuuri ja tavakultuuri kooseksisteerimise korral on see vahemaa aga liiga väike (Mallory-Smith & Zapiola 2008). Mallory-Smith ja Zapiola (2008) leidsid muundgeene ka rohkem kui 200 m kauguselt GM-põllust, kusjuures põllu suurusest sõltub ka geenitriivi ulatus. Dlugosch ja Whitton (2008) järeldavad oma uurimuses, et (i) muundkultuuridega hübridiseerumine toimub geneetilistest barjääridest hoolimata; ja (ii) transgeenid suudavad looduses püsida ka siis, kui puudub tugev valiku surve (puuduvad herbitsiidid). Tõendid viitavad sellele, et mõnede GM-kultuuride ja umbrohtude ristumine on pigem seaduspärasus kui erand ja et muundgeenid põgenevad regulaarselt (Ellstrand et al. 1999; Pilson & Prendeville 2004; Andow & Zwahlen 2006; Zapiola et al. 2008). Kasutatud kirjandus Andow, D.A. & Hilbeck, A. 2004. Science-based risk assessment for nontarget effects of transgenic crops. Bioscience 54, 637 649. doi: 10.1641/0006-3568(2004)054[0637:SRAFNE]2.0.CO;2 Andow, D.A. & Zwahlen, C. 2006. Assessing environmental risks of transgenic plants. Ecology Letters, 9, 196 214. Beckie, H.J., Warwick, S.I., Nair, H & Seguin-Swartz, G. 2003. Gene flow in commercial fields of herbicide-resistant canola (Brassica napus). Ecological Applications, 13, 1276 1294. Crecchio, C. & Stotzky, G. 1997. Insecticidal activity and biodegradation of the toxin from Bacillus thuringiensis subspecies kurstaki bound to humic acids from soil. Soil Biol. Biochem. 30, 463 470. De Maagd, R.A., Bakker, P.L., Masson, L., Adang, M.J., Sangadala, S., Stiekema, W. & Bosch, D. 1999. Domain III of the Bacillus thuringiensis d-endotoxin CryIAc is involved in binding to Manduca sexta brush border membranes and to its puri ed aminopeptidase N. Mol. Microbiol. 31, 463 471. Dlugosch, K.M. & Whitton, J. 2008. Can we stop transgenes from a walk on the wild side? Molecular Ecology, 17 (5), 1167 1169. Ellstrand, N.C., Prentice, H.C. & Hancock, J.F. 1999. Gene flow and introgression from domesticated plants into their wild relatives. Annual Review of Ecology and Systematics, 30, 539 563. Ellstrand, N.C. 2003. Dangerous Liasions? When Cultivated Plants mate with Wild Relatives. Johns Hopkins Univeristy Press, Baltimore, Maryland. Ennos, R.A. 1994. Estimating the relative rates of pollen and seed migration among plant populations. Heredity, 72, 250 259. 6
Fenster, C.B. 1991. Gene flow in Chamaercista fasciculata (Leguminosae). I. Gene dispersal. Evolution,45, 398 409. Friesen, L.F., Nelson, A.G., van Acker, R.C. 2003. Evidence of contamination of pedigreed canola (Brassica napus) seedlots in western Canada with genetically engineered herbicide resistance traits. Agronomy Journal 95, 1342 1347. Gazit, E., la Rocca, P., Sansom, M.S.P. & Shai, Y. 1998. The structure and organization within the membrane of the helices composing the pore-forming domain of Bacillus thuringiensis delta-endotoxin are consistent with an `umbrella-like' structure of the pore. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 95, 12289 12294. Gillet, J.W., Stern, A.M., Harwell, M.A. & Levin, S.A. 1986. Potential impacts of environmental release of biotechnology products: assessment, regulation, and research needs conclusions and recommendations. Environmental Management, 10, 533 535. Groot, A.T. & Dicke, M. 2002. Insect-resistant transgenic plants in a multi-trophic context. The Plant Journal, 31(4), 387 406. Hall L., Topinka K. Huffman, J., Davis, L. & Good, A. 2000. Pollen flow between herbicide-resistant Brassica napus is the cause of multiple ersistant B. napus volunteers. Weed Science, 48, 688 694. Harwood, J.D., Wallin, W.G. & Obrycki, J.J. 2005. Uptake of Bt endotoxins by nontarget herbivores and higher order arthropod predators: molecular evidence from a transgenic corn ecosystem. Mol. Ecol. 14, 2815 2823. doi:10.1111/j.1365-94x.2005.02611.x ISAAA, Clive James 2007. Viidatud 12.11.2008. Kättesaadav internetist: http://www.isaaa.org/ Jenczewski, E., Ronfort, J. & Chevre, A.M. 2003. Crop-to-wild gene flow, introgression and possible fitness effects of transgenes. Environmental Biosafety Research, 2 (1), 9 24. Kaminski, D. 2001. A Year in Review: 2001 Pest Problems across Manitoba. University of Manitoba, Winnipeg, Manitoba, Canada, pp. 22 26. Keane, R.M. & Crowley, M.J. 2002. Exotic plant invasions and the enemy release hypothesis. Trends in Ecology and Evolution, 17, 164 170. Koskella, J. & Stotzky, G. 1997. Microbial utilization of free and clay-bound insecticidal toxins from Bacillus thuringiensis and their retention of insecticidal activity after incubation with microbes. Appl. Environ. Microbiol. 63, 3561 3568. MacBryde, B. 2006. White Paper: Perspective on Creeping Bentgrass, Agrostis stolonifera L. United States Department of Agriculture/Animal and Plant Health Inspection Service/Biotechnology Regulatory Services. http://www.aphis.usda.gov/about_aphis/printable_version/cbg-wpfinal.pdf Mallory-Smith, C. & Zapiola, M. 2008. Review. Gene flow from glyphosate resistant crops. Pest Management Science, 64, 428 440. Marvier, M. & Van Acker, R.C. 2005. Can crop transgenes be kept on a leash? Frontiers in Ecology and the Environment, 3, 99 106. Masson, L., Tabashnik, B.E., Liu, Y.-B., Brousseau, R. & Schwartz, J.-L. 1999. Helix 4 of the Bacillus thuringiensis Cry1Aa toxin lines the lumen of the ion channel. J. Biol. Chem. 274, 31996 32000. 7
Mellon, M. & Rissler, J. 2004. Gone to seed. Transgenic contaminants in the traditional sees supply. www.ucsusa.org/food_and_environment/biotechnology/seed_release.html. Obrist, L.B., Dutton, A., Albajes, R. & Bigler, F. 2006a. Exposure of arthropod predators to Cry1Ab toxin in Bt maize fields. Ecol. Entomol. 31, 143 154. doi:10.1111/j.0307-6946.2006.00762.x Obrist, L.B., Dutton, A., Romeis, J. & Bigler, F. 2006b. Biological activity of Cry1Ab toxin expressed by Bt maize following ingestion by herbivorous arthropods and exposure of predator Chrysoperla carnea. Biocontrol, 51, 31 43. O Callaghan, M., Glare, T.R., Burgess, E.P.J. & Malone, L.A. 2005. Effects of plants genetically modified for insect resistance on nontarget organisms. Annu. Rev. Entomol. 50, 271 292. doi:10.1146/annurev.ento.50.071803.130352 Osborne, J.L., Clark, S.J., Morris, R.J., Williams, I.H., Riley, J.R., Smith, A.D., Reynoulds, D.R. & Edwards, A.S. 1999. A landscape-scale study of bumble bee foraging range and constancy, using harmonic radar. Journal of Applied Ecology 36, 519 533. Palm, C.J., Schaller, D.L., Donegan, K.K. & Seidler, R.J. 1996. Persistence in soil of transgenic plant produced Bacillus thuringiensis var. kurstaki d-endotoxin. Can. J. Microbiol. 42, 1258 1262. Pasquet, R.S., Peltier, A., Hufford, M.B., Oudin, E., Saulnier, J., Paul, L., Knudsen, J.T., Herren, H.R. & Gepts, P. 2008. Long-distance pollen flow assessment through evaluation of pollinator foraging range suggests transgene escape distances. Proceedings of the National Academy of Sciences, 105, 36, 13456 13461 Pilson, D. & Prendeville, H.R. 2004. Ecological effects of transgenic crops and the escape of transgenes into wild populations. Annual Review of Ecology, Evolution and Systematics, 35,149 174. Ramsay, G., Thompson, C. & Squire, G. 2003. Quantifying landscape-scale gene flow in oilseed rape. http://www.defra.gov.uk/environment/gm/research/pdf/epg_rg0216.pdf. Reichman, J.R., Watrud, L.S., Lee, E.H., Burdick, C.A., Bollman, M.A., Storm, M.J., King, G.A. & Mallory-Smith, C. 2006. Establishment of transgenic herbicideresistant creeping bentgrass (Agrostis stolonifera L.) in nonagronomic habitats. Molecular Ecology, 15, 4243 4255. Saxena, D., Flores, S. & Stotzky, G. 1999. Insecticidal toxin in root exudates from Bacillus thuringiensis corn. Nature, 402, 480. Saxena, D. & Stotzky, G. 2000. Insecticidal toxin from Bacillus thuringiensis is released from roots of transgenic Bt corn in vitro and in situ. FEMS Microbiology Ecology, 33, 35 39. Schmidt, J.E.U., Braun, C.U., Whitehouse, L.P. & Hilbeck, A. 2008. Effects of activated Bt transgene products (Chr1Ab, Cry3Bb) on immature stages of the ladybird Adalia bipunctata in laboratory ecotoxicity testing. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. Doi: 10.1007/s00244-008-9191-9 Shelton, A.M., Zhao, J.Z. & Roush, R.T. 2002. Economic, ecological, food safety, and social consequences of the deployment of Bt transgenic plants. Ann Revu. Entomol. 47, 845 881. doi: 10.1146/annurev.ento.47.091201.145309 8
Simard, M-J., Legere, A., Seguin-Swartz, G., Nair, H. & Warvick, S. 2005. Fitness of double vs. Single herbicide-resistant canola. Weed Science, 53, 489 498. Sims, S.R. & Holden, L.R. 1996. Insect bioassay for determining soil degradation of Bacillus thuringiensis subsp. kurstaki CryIA(b) protein in corn tissue. Environ. Entomol. 25, 659 664. Stewart C.N. Jr., Halfhill, M.D. & Warwick,S.I. 2003. Transgene introgression from genetically modified crops to their wild relatives. Nature Revues Genetics, 4 (10), 806 817. Zapiola, M.L., Campell, C.K., Butler, M.D. & Mallory-Smith, C.A. 2008. Escape and establishment of transgenic glyphosate-resistant creeping bentgrass Agrostis stolonifera in Oregon, USA: a 4-year study. Journal of Applied Ecology, 45, 486 494. Zhang, G.F., Wan, F.H., Lo vei, G.L., Liu, W.X. & Guo, J.Y. 2006. Transmission of Bt toxin to the predator Propylaea japonica (Coleoptera: Coccinellidae) through its aphid prey feeding on transgenic Bt cotton. Environ. Entomol. 35, 143 150. doi:10.1603/0046-225x(2006)35[1232:eabrod]2.0.co;2 Zwahlen, C. & Andow, D.A. 2005. Field evidence for the exposure of ground beetles to Cry1Ab from transgenic corn. Environ. Biosafe. Res. 4, 1 5. doi:10.1051/ebr:2005014 Tapp, H., Calamai, L. & Stotzky, G. 1994. Adsorption and binding of the insecticidal proteins from Bacillus thuringiensis subsp. kurstaki and subsp. tenebrionis on clay minerals. Soil Biol. Biochem. 26, 663 679. Tapp, H. & Stotzky, G. 1995a. Dot blot enzyme-linked immunosorbent assay for monitoring the fate of insecticidal toxins from Bacillus thuringiensis in soil. Appl. Environ. Microbiol. 61, 602 609. Tapp, H. & Stotzky, G. 1995b. Insecticidal activity of the toxins from Bacillus thuringiensis subsp. kurstaki and tenebrionis adsorbed and bound on pure and soil clays. Appl. Environ. Microbiol. 61, 1786 1790. Tapp, H. & Stotzky, G. 1998. Persistence of the insecticidal toxin from Bacillus thuringiensis subsp. kurstaki in soil. Soil Biochem. 30, 471 476. Thomas, A.G., Frick, B.R. & Hall, L.M. 1998. Alberta weed survey of cereal and oilseed crops in 1997. Weed Survey Series Publ. 98-2. Saskatoon, SK, Canada: Agriculture and Agri-Food Canada. Warnke, S. 2003. Creeping bentgrass (Agrostis stolonifera L.). Turfgrass Biology, Genetics, and Breeding (eds M.D. Casler and R.R. Duncan), pp. 175 185. John Wiley and Sons, Hoboken, NJ, USA. Warwick,S.I., Beckie H.J., Simard, M-J, Legere, A., Nair, H. & Seguin-Swartz, G. 2004. Environmental and agronomic consequences of herbicide-resistant (HR) canola in Canada. In: Introgression from Genetically Modified Plants (GMP) Into Wild Relatives (Eds. Den Nijs H.C.M., Bartsch, D., Sweet J.), Cabi Publishing, Wallingford, Oxfordshire, UK, 323 337. Warwick, S.I., Legere, A., Simard, M-J. & James, T. 2008. Do escaped transgenes persist in nature? The case of an herbicide resistance transgene in a weedy Brassica rapa population. Molecular Ecology, 17, 5, 2008, 1387 1395. Warwick,S.I., Simard, M-J, Legere, A. et al. 2003. Hybridization between transgenic Brassica napus L. and its wild relatives: B.rapa L., Raphanus raphanistrum L., 9
Sinapis arvensis L. and Erucastrum gallicum (Willd.) O.E. Schultz. Theoretical and Applied Genetics, 107, 528 539. Watrud LS, Lee. E.H., Fairbrother A. et al. 2004. Evidence for landscape-level, pollen-mediated gene flow from genetically modified creeping bentgrass with CP EPSPS as a marker. Proceedings of the national Academy of Sciences, USA, 101, 14533 14538. West, A.W., Burges, H.D., White, R.J. & Wyborn, C.H. 1984. Persistence of Bacillus thuringiensis parasporal crystal insecticidal activity in soil. J. Invert. Pathol. 44, 128 133. Westphal, C., Steffan-Dewenter, I. & Tscharntke, T. 2003. Mass flowering crops enhance pollinator densities at a landscape scale. Ecology Letters 6, 961 965. 10